土壤基因组 DNA 提取试剂盒（磁珠法）

土壤基因组 DNA 提取试剂盒（磁珠法）
【概述】
本试剂盒采用具有独特分离作用的磁珠和缓冲液系统，可从样品中分离纯化高质量基因组 DNA。经特殊
包被的磁珠在一定条件下对目的 DNA 具有很强的亲和力，而当条件改变时，磁珠释放吸附的 DNA，能够达
到快速分离纯化 DNA 的目的。整个过程安全、便捷，提取的 DNA 纯度高。使用本试剂盒纯化的基因组 DNA
的 OD260/OD280 均在 1.7-2.0 之间，可以应用到 PCR、酶切、杂交等分子生物学实验。
【适用范围】
本试剂盒适合花坛土、花盆土、农田土、山林土、淤泥、红土、黑土、粉尘等多类土壤环境样本的提取

【储存条件】
 磁珠可以在室温下（15-25℃）运输，但请置于 2-8℃保存。
其余试剂室温保存，有效期 12 个月，更长时间的保存可置于 2-8℃。缓冲液 W3 若出现混浊或沉淀，请将试
剂在冰箱或冰水浴中放置至澄清透明后使用。其余试剂 2-8℃保存条件下，若溶液产生沉淀，使用前应
将试剂盒内的溶液在室温放置一段时间，必要时可在 37℃水浴中预热 10 min 溶解沉淀，摇匀后使用。
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版本 2019/01/15（01）
【注意事项】
 尽量使用新采取的土壤样本，不同样本在采样前应先查阅相应的最佳保存条件。
 整个裂解过程操作尽量温和，并在要求时间内完成。
在需要吸取上清液的步骤中应避免吸到沉淀，以免影响产物纯度。

客户自备材料：氯仿、异丙醇、无水乙醇、药匙、离心管、水浴锅、离心机（最大离心力≥12000 rpm/min
（~10010×g））。
请于本实验开始前穿上实验服、佩戴手套及口罩，避免实验操作过程中试剂沾染皮肤、眼睛等，并防止
吸入口鼻。如不慎发生以上情况，请立即用清水冲洗，必要时请及时就医。

使用前请预先在漂洗液瓶或离心管中配制 70%乙醇，并提前将水浴锅调至 65℃备用。

磁珠在使用前一定要充分混匀。磁珠加入后，请尽量减少用枪头吹打混匀，防止磁珠沾在枪头上，造成
基因组 D A 损失。

【操作步骤】
1. 取土壤样本 250 mg 于 2 mL 离心管中，加入 200 μL 洗脱液，涡旋混匀，再加入 600 μL 裂解液
S06 涡旋振荡至样本混匀后，向离心管中加入 300 μL 裂解液 S2，颠倒混匀。
本步骤土壤中加入裂解液后，可采用涡旋混匀的方式，使土壤完全处于悬浮状态。后续步骤中不建议再
采用涡旋混匀的方式，并注意操作尽量温和，以防止基因组 DNA 断裂。

当样本量大于 250 mg 时，请按比例增大裂解液的体积，否则可能会影响 DNA 的得率及 DNA 溶液的颜色。
2. 将离心管置于 65℃，水浴 25-30 min，期间颠倒混匀数次。
3. 室温放置 3-5 min，加入 400 μL 氯仿（请于通风橱或生物安全柜中操作，注意防护），轻柔混匀
15 s，静置 3 min，12000 rpm（~10010×g）离心 5-10 min。
4. 取出离心管，小心吸取 700 μL 上清于新的 1.5 mL 离心管中，加入 500 μL 的缓冲液 W3，颠倒混
匀，12000 rpm（~10010×g）离心 5-10 min。
吸取上清时，切勿吸取中间层（变性蛋白质等）。

缓冲液 W3 若出现混浊或沉淀，请将试剂在冰箱或冰水浴中放置至澄清透明，摇匀后使用。
5. 取出离心管，小心吸取 1mL 上清于新的离心管（2 mL）中，加入等体积异丙醇，颠倒混匀 10
sec，再向离心管中加入 50 μL 磁珠，振荡混匀 1 min，室温静置 3 min，期间颠倒混匀 2 次。
吸取上清时，请勿触及沉淀或管底。
向离心管中加入磁珠之前，请确保磁珠彻底重悬，可在使用前振荡混匀。确保磁珠在结合过程中呈悬浮
状态。
6. 将离心管置于磁力架或磁铁上进行磁分离，吸弃废液，从磁力架或磁铁上取下离心管。
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 若离心管管口及管壁上沾有少量磁珠，请将磁珠重悬至离心管，可参考如下步骤：将离心管置于磁力架
上，待磁珠完全吸附于管壁后，上下颠倒磁力架，使沾在管口的磁珠重悬至溶液中，避免磁珠损失。
吸弃废液时，尽量吸净管盖及管底残液，请勿吸入磁珠。从磁力架或磁铁上取下离心管后，若离心管中仍有废液，可再次磁分离，吸弃废液。本公司有多功能磁力架（Mag0103），无需使用移液器吸净废液，直接倾斜磁力架将废液倒出即可，可
根据需要购买。

7. 向离心管中加入 600 μL 漂洗液（使用前请预先配制 70%乙醇），轻柔混匀 1-2 min，将离心管置
于磁力架或磁铁上进行磁分离，吸弃废液。
若离心管管口及管壁上粘有少量磁珠，请将磁珠重悬至离心管。吸弃废液时，尽量吸净管盖及管底残液，请勿吸入磁珠。
8. 重复步骤 7 一次。
若离心管管口及管壁上粘有少量磁珠，请将磁珠重悬至离心管。
吸弃废液时，尽量吸净管盖及管底残液，请勿吸入磁珠。

为缩短后续晾干时间，可将离心管 10000 rpm（~6953×g）离心 1 min，再置于磁力架或磁铁上进行磁分
离，再次吸弃废液。
9. 室温开盖晾干 5-10 min（可将离心管开盖置于超净工作台风口或吹风机冷风口），至乙醇完全挥
发（侧面观察磁珠无反光；反面观察磁珠颜色由棕黑色变为深褐色，边缘龟裂；无液体挂壁）。
室温晾干前，请先尽量吸净残液。乙醇残留会抑制后续的酶反应（如酶切、PCR 等）实验，应确保乙醇
完全挥发后再进行下一步操作。但也不能干燥太久（磁珠不能完全龟裂），以免 DNA 难以洗脱。
10. 从磁力架或磁铁上取下离心管，加入 100 μL 洗脱液，振荡混匀，65℃水浴 10 min，每隔 2-3
min 轻摇离心管混匀 3-5 次。
水浴前请先用洗脱液将离心管壁上的所有磁珠冲洗至离心管内。
如有特殊需要，可使用等量的经高压灭菌的去离子水作为洗脱液。但应保证去离子水的 pH 值在 7.0-8.5
之间，若 pH 值不在此范围内，会影响洗脱效率及 DNA 质量。
11. 将离心管置于磁力架或磁铁上进行磁分离，小心吸取上清至新的离心管中，所得上清即目的基因
组 DNA，可直接进行下游实验或于适当条件保存。 可先将离心管 10000 rpm（~6953×g）离心 1 min，再进行磁分离，以确保所有磁珠完全吸附至管壁。尽量吸净上清，但请勿吸入磁珠，以免影响基因组 DNA 的纯度及 DNA 溶液的颜色。
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【常见问题及参考意见】
1. 得率低 土壤样品保存不当：新采取的土壤样本会得到更高的得率，不同样本在采样前应先查阅相应的最佳保存
条件；
结合不充分：结合过程中要使磁珠一直处于悬浮状态，并且充分颠倒混匀；

取样量大于说明书给出量：取样量请严格按照说明书操作；
 操作过程中磁珠损失：操作过程中可能有少量磁珠沾在离心管管口或枪头上，应及时确保磁珠重悬至溶液
中，避免磁珠损失；

洗脱液 pH 不在推荐范围内：应使用本试剂盒配套洗脱液，如有特殊需要，可使用等量的经高压灭菌的去离子
水作为洗脱液。但应保证去离子水的 pH 值在 7.0-8.5 之间，若 pH 值不在此范围内，会影响洗脱效率；

洗脱温度不符合要求：洗脱过程需要 65℃水浴。65℃条件下磁珠与基因组 DNA 的作用力减弱，释放吸
附的大量基因组 DNA，而常温条件下只能少量的基因组 DNA。

2. D条带弥散，DNA 断裂、降解 样品不新鲜：请尽量选择新鲜的样品；
裂解时间太长：裂解时间不要超过 60 min；
样品没有按要求保存或反复冻融：需要保存的样品请分装后保存至相应的最佳条件，避免反复冻融造成 D
A 降解；
操作过程过于剧烈：操作过程动作尽量温和，避免 DNA 被机械打断；
提取后模板 DNA 放置时间太长：提取后如有需要，请尽量及时进行凝胶电泳实验。短期内可置于 4℃保存，
长期请置于-20℃保存（尽量注意避免反复冻融）。
3. DNA 溶液有颜色 洗涤过程不充分：如果结合后磁珠呈团状、丝状或颗粒状，可适当增加振荡力度及次数；

裂解不充分：将组织充分研磨、适当增加裂解液 S06 和 S2 用量，也可以延长裂解时间； 样品用量大于说明书给出量而其他试剂用量没有相应调整：严格按照说明书操作，如果需要增大样本量，可以
等比例大裂解液 S06、S2 以及磁珠用量，其他试剂用量可不改变；

DNA 溶液中混入磁珠：洗脱结束后，可先将离心管 10000 rpm 离心 1 min，再进行磁分离，以确保所有
磁珠完全吸附至管壁。为防止吸入磁珠，可重复进行磁分离一次。
4. DNA 样品不纯，干扰后续实验  DNA 溶液有乙醇残留：吸弃废液时，请尽量吸净管盖及管底残液。为缩短后续晾干时间，可将离心管
10000 rpm（~6953×g）离心 1 min，再置于磁力架或磁铁上进行磁分离，再次吸弃废液。室温晾干至磁珠
表面无反光、无液体挂壁；
磁珠洗涤不充分：加入 70%乙醇时，请确保所有磁珠均重悬于液体中，并充分振荡混匀；
DNA 溶液中吸入磁珠：如果不小心吸入磁珠，请将上清液返回原管，待磁珠完全吸附至管壁后重新吸取上
清。或者将吸取的上清液 10000 rpm（~6953×g）离心 1 min，再取上清；
DNA 溶液中含有轻微盐离子等杂质，此为洗脱液正常现象，不影响下游实验。如有特殊需要，可使用等量的
经高压灭菌的去离子水作为洗脱液。为方便实验，可将获得的 DNA 溶液置于-20℃环境分装保存。